石蠟切片基本技術操作

石蠟切片(paraffinsection)組織學常規制片技術中最為廣泛應用的方法。不僅用于觀察正常細胞組織的形態結構，也是病理學和法醫學等學科用以研究、觀察及判斷細胞組織的形態變化的主要方法，而且也已相當廣泛地用于其他許多學科領域的研究中。教學中，光鏡下觀察切片標本多數是石蠟切片法制備的。活的細胞或組織多為無色透明，各種組織間和細胞內各種結構之間均缺乏反差，在一般光鏡下不易清楚區別出;組織離開機體后很快就會死亡和產生組壞死，失去原有正常結構，因此，組織要經固定、石蠟包埋、切片及染色等步驟以免細胞組織死亡，而能清晰辨認其形態結構。
　　基本技術
　　說明
　　包括取材、固定、洗滌和脫水、透明、浸蠟、包埋、切片與貼片、脫蠟、染色、脫水、透明、封片等步驟。一般的組織從取材固定到封片制成玻片標本需要數日，但標本可以長期保存使用，為顯微玻片標本。
　　取材
　　應根據要求選取材料來源及部位。例如植物細胞有絲分裂多選取洋蔥根尖，細胞分裂快又便于切取;豬的肝小葉邊界清晰明確;耳蝸以豚鼠的內耳易于定位和剝離。材料必須新鮮，擱置時間過久則產生蛋白質分解變性，導致細胞自溶及細菌的滋生，而不能反映組織活體時的形態結構。
　　固定
　　用適當的化學藥液--固定液浸漬切成小塊的新鮮材料，迅速凝固或沉淀細胞和組織中的物質成分、終止細胞的一切代謝過程、防止細胞自溶或組織變化，盡可能保持其活體時的結構。固定能使組織硬化，有利于切片的進行，而且也有媒浸作用，有利于組織著色。固定液的種類很多，其對組織的硬化收縮程度以及組織內蛋白質、脂肪、糖類等物質的作用各不相同。例如純酒精可固定肝糖而能溶解脂肪，甲醛能固定一般組織，但溶解肝糖和色素。固定液可分為單一固定液及混合固定液。前者有甲醛(乙醛、福爾馬林)、酒精、醋酸或冰醋酸、重鉻酸鉀等，單一固定液不能固定細胞中的所有成分;混合固定液可以互補不足，常用的混合固定液有Bouin氏液、Zenker氏液、FAA液、Carnoy氏液、SuSa液(配方見有關技術書籍)。因此，應根據所要顯示的內容來選擇適宜的固定液。10%福爾馬林(4%甲醛)或10%磷酸緩沖福爾馬林是病理切片常規使用的固定液，不僅適用于常規H精-伊紅)染色，還可以用于組織學有關的其他技術的切片染色。固定液的用量通常為材料塊的20倍左右，固定時間則根據材料塊的大小及松密程度以及固定液的穿透速度而定，可以從1小時至數天，通常為1小時至24小時。
　　洗滌與脫水
　　固定后的組織材料需除去留在組織內的固定液及其結晶沉淀，否則會影響后期的染色效果。該步驟稱作洗滌多數用流水沖洗;使用酒精或酒精混合液固定的組織，則不必洗滌，可直接進行脫水。固定后或洗滌后的組織內充滿水分，若不除去水分則無法進行以后的透明、浸蠟與包埋處理，原因在于透明劑多數是苯類，苯類和石蠟均不能與水相融合，水分不能脫盡，苯類無法浸入。酒精為常用脫水劑，它既能與水相混合，又能與透明劑相混。為了減少組織材料的急劇收縮，應使用從低濃度到高濃度遞增的順序進行，通常從30%或50%酒精開始，經70%、85%、95%直至純酒精(無水乙醇)，每次時間為1~數小時，如不能及時進行各級脫水，材料可以放在70%酒精中保存，因高濃度酒精易使組織收縮硬化，不宜處理過久。正丁醇、叔丁醇、丙酮及二氧陸環等也可做脫水劑。